Gestion de l’oxygene dissous avec deux Capteurs dans une serre goutte-a-goutte en boucle fermee
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Expert chevronné en technologie de l'eau et entrepreneur avec une vaste expérience dans le développement technologique, le transfert de technologie et la gestion des connaissances au sein de l'industrie de l'eau. MBA de l'EMLYON Business School, récipiendaire du Prix de l'Innovation slovène
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Comment le DO se comporte dans un système de goutte-à-goutte
Avant de placer des capteurs ou d’écrire la logique de contrôle, il est utile de comprendre où va le DO dans un système typique. L’eau quitte l’injecteur de la lagune avec le DO le plus élevé qu’elle aura jamais. À partir de ce point, elle ne fait que perdre de l’oxygène.
Les pertes s’accumulent sur quatre étapes distinctes :
Lagune vers cuve de mélange — le temps de séjour dans la conduite à des débits de serre typiques (100–150 L/min à travers une tuyauterie de 50 mm) est de 3 à 6 minutes pour une longueur de 25 m. La respiration microbienne et la demande chimique en oxygène (DCO et DBO) dans les canaux d’irrigation et les conduites sont les mécanismes de consommation dominants à cette étape [1]. Ajouter une perte de transit de cuve de ~0,2 mg/L lorsque l’eau entre dans la cuve de mélange et est agitée par la pompe de recirculation.
Cuve de mélange vers cuve tampon — perte en conduite similaire plus un autre transit en cuve. La cuve de mélange peut être un puits de DO important si la chimie des engrais est active (dosage d’acide, interaction du CO₂ avec les bicarbonates) ou si l’eau est chauffée. La perte combinée ici est généralement de 0,4 à 0,7 mg/L. Une exploitation commerciale a rapporté une sursaturation à 10 mg/L au réservoir spécifiquement pour garantir que 5 mg/L ou plus soient maintenus après ajout des nutriments et passage de la solution au goutte-à-goutte dans la serre [2].
Collecteur vers goutteur le plus éloigné — c’est le segment le plus long et le plus variable. Des recherches sur la dynamique du DO dans les tuyaux capillaires d’irrigation goutte-à-goutte ont montré que la perte de DO dans l’eau aérée était plus élevée sur les 10 derniers mètres d’une ligne que sur les 10 premiers, indiquant une décroissance qui s’accélère à mesure que le temps de séjour augmente [3]. La même étude a montré qu’un émetteur labyrinthique de 2,2 L/h provoquait une réduction de 33,2 % de la concentration en DO dans l’eau aérée traversant le système [3]. La turbulence de l’émetteur au point de livraison ajoute une perte supplémentaire lorsque les chutes de pression provoquent la coalescence des bulles.
Budget total de décroissance — pour un système bien entretenu à 20°C avec une longueur totale de conduite de 135 m, prévoir une perte de 1,5 à 2,0 mg/L entre l’injecteur et le goutteur le plus éloigné. À 24°C, cette perte augmente à la fois en raison de taux de décroissance plus élevés (le taux métabolique double approximativement par augmentation de 10°C, Q₁₀ ≈ 2) et d’un plafond de saturation plus bas. Le transport sur de longues conduites isole l’eau de l’atmosphère pendant des périodes prolongées, ce qui réduit la concentration de DO — un problème explicitement documenté dans les systèmes goutte-à-goutte desservant des cultures sur de longues distances [4]. Dans une tuyauterie en polyéthylène noir exposée au soleil, la perte de DO liée à la température est aggravée par le gain thermique solaire dans les parois des conduites.
Cela signifie que pour garantir 6,0 mg/L au goutteur le plus éloigné, il faut injecter environ 8,5–9,0 mg/L à la lagune. Un DO supérieur à 8 mg/L est généralement considéré comme bon pour la production en serre, et il est fréquent que les niveaux de DO de l’alimentation d’irrigation chutent à des niveaux hypoxiques (inférieurs à 4 mg/L) [1]. Les conditions estivales poussent souvent la température de la solution nutritive au-dessus de 22°C — précisément lorsque la demande des plantes est la plus élevée et que le plafond de saturation diminue [5].
Méthode d’oxygénation et effet sur la courbe de décroissance
L’architecture à deux capteurs décrite ici fonctionne quelle que soit la méthode d’oxygénation — générateurs de nanobulles, injecteurs venturi, dissolution d’O₂ pur, dosage de peroxyde d’hydrogène, ou toute combinaison. La logique de contrôle est la même. Ce qui diffère entre les méthodes est le plafond d’injection atteignable et la vitesse de décroissance du DO dans la conduite après injection.
L’aération conventionnelle et l’injection venturi créent des bulles dans la plage de 50–1000 µm. Elles remontent à la surface et s’échappent en quelques secondes à quelques minutes. Sous pression en conduite, elles coalescent facilement et dégazent à chaque chute de pression — coudes, vannes, émetteurs. L’utilisation plus large d’eau aérée pour l’irrigation a historiquement été limitée par la non-uniformité au champ et la faible persistance de l’oxygène dans l’eau [6]. Pour les longues conduites, l’aération conventionnelle peine à maintenir un DO adéquat en bout de ligne sans deuxième point d’injection à mi-système.
Les systèmes à nanobulles produisent des bulles majoritairement inférieures à 200 nm. À cette échelle, elles résistent à la coalescence et restent en suspension beaucoup plus longtemps, ce qui réduit la constante effective de décroissance sur le parcours en conduite. Des recherches ont montré que les nanobulles prolongent la durée de maintien du DO dans l’eau par rapport à l’injection conventionnelle, ce qui les rend mieux adaptées aux longues distances de distribution.
Le dosage de peroxyde d’hydrogène (H₂O₂) fonctionne différemment — il fournit de l’oxygène par décomposition chimique dans la zone racinaire plutôt que sous forme de gaz dissous pendant le transit. À faibles concentrations (typiquement 10–30 mg/L), il libère de l’oxygène en se décomposant au contact de la matière organique et des surfaces racinaires, fournissant une source locale d’oxygène plutôt qu’une augmentation globale du DO dans la colonne d’eau. Il est moins efficace comme outil de gestion du DO global en conduite et est mieux compris comme un traitement d’hygiène de la rhizosphère et d’oxygénation complémentaire.
L’injection d’O₂ pur via dissolution sous pression (Venturi ou contacteurs coniques) atteint le DO global le plus élevé — couramment 20–40 mg/L — mais ce DO élevé est instable dans les systèmes ouverts ou à basse pression et dégaze rapidement. Elle est la plus efficace dans des boucles fermées pressurisées ou juste avant les goutteurs.
En pratique, le choix de la méthode détermine deux paramètres que le système de contrôle doit connaître : le DO maximal atteignable au point d’injection, et la constante de décroissance attendue le long de la conduite. Les deux alimentent le plafond de consigne et le calcul du budget de décroissance. La logique des capteurs elle-même ne change pas.
L’architecture à deux capteurs
Capteur 1 : sortie de lagune (boucle de contrôle rapide)
Positionnez ce capteur immédiatement en aval de l’unité d’oxygénation, avant la première pompe ou toute longueur significative de conduite. Son rôle est purement mécanique : il pilote l’injecteur en marche/arrêt et réagit en quelques secondes.
Les seuils marche/arrêt doivent être définis avec une bande d’hystérésis suffisamment large pour éviter les cycles courts. Pour un système de plus de 100 m, une hystérésis de 0,6 à 0,8 mg/L est appropriée. Raisonnement : à des débits typiques, le temps de transport entre l’injecteur et le goutteur le plus éloigné est de 15 à 20 minutes. Une bande d’hystérésis étroite fait cycler l’injecteur plus vite que l’eau ne peut se déplacer, de sorte que le capteur voit l’effet des cycles précédents avant la plante, créant une oscillation.
Cette boucle fonctionne sur un cycle court — toutes les 30 à 60 secondes. Elle ne touche pas à la consigne. Elle décide seulement d’injecter ou non en fonction de la valeur actuelle de consigne.
Capteur 2 : goutteurs (boucle intégratrice lente)
Positionnez ce capteur sur un goutteur représentatif — pas le plus proche (qui lira toujours haut), ni le plus éloigné absolu s’il est atypique. Un goutteur situé à environ 70–80 % de la longueur maximale de conduite fournit une lecture représentative de ce que reçoit la majorité de la culture.
Ce capteur fonctionne sur un cycle de 10 minutes et utilise une moyenne glissante de ses lectures, pas des valeurs instantanées. Le DO instantané au goutteur est bruité — il varie avec le timing des impulsions d’irrigation, le séquencement des vannes de zone et le retard de réponse du capteur. Une moyenne glissante de 10 minutes lisse cela en un signal stable.
La boucle lente ajuste la consigne lagune en fonction de l’écart entre la moyenne au goutteur et la cible goutteur :
Le gain de 0,4 signifie qu’un déficit de 0,5 mg/L au goutteur déplace la consigne de 0,2 mg/L par cycle — atteignant une compensation complète en environ 30 à 40 minutes. C’est volontairement lent. Il suit un après-midi qui se réchauffe ou un changement de saison ; il ne réagit pas à une seule lecture bruitée ni à une courte pause d’irrigation.
La limite supérieure n’est pas un plafond physique — l’eau peut être sursaturée bien au-delà de la saturation à l’équilibre avec l’air, et les systèmes utilisant l’injection d’O₂ pur ou des générateurs de nanobulles atteignent couramment 15–25 mg/L. La préoccupation avec un DO très élevé chez les plantes n’est pas l’embolie (risque spécifique aux poissons avec systèmes vasculaires fermés) mais la diminution des retours agronomiques.
La limite supérieure pratique de la consigne lagune est donc définie par deux choses : le débit nominal de l’unité d’oxygénation, et le point au-delà duquel une injection supplémentaire n’apporte aucun gain mesurable au goutteur. Pour la plupart des exploitations en serre avec plus de 100 m de conduite, 12–14 mg/L en sortie de lagune constitue un plafond raisonnable — suffisamment élevé pour couvrir le budget de décroissance tout en restant dans la plage agronomiquement utile au niveau racinaire. La limite inférieure doit être fixée au-dessus du niveau minimal d’injection significatif — typiquement 7,5 mg/L — en dessous duquel il n’y a plus assez de marge pour couvrir la chaîne de décroissance.
Ce que la consigne vous indique au fil du temps
La consigne lagune n’est pas seulement une variable de contrôle — c’est un signal diagnostique. Enregistrez-la en continu avec la température de l’eau.
À l’échelle de quelques heures, la variation de consigne suit la température diurne. À mesure que la serre se réchauffe pendant la matinée, le plafond de saturation baisse et la décroissance s’accélère ; la boucle lente augmente progressivement la consigne. C’est normal et attendu. Maintenir la température de la solution nutritive entre 18 et 20°C fournit une base solide pour la disponibilité en oxygène — isoler les cuves et gérer les systèmes d’échange thermique sont des points de départ pratiques [5].
À l’échelle de quelques semaines, une consigne qui dérive à la hausse plus vite que ne l’explique la seule température est presque toujours due au biofilm. Le biofilm dans les conduites épuise le DO en augmentant la demande biologique en oxygène — la matrice de biofilm elle-même et la matière organique qu’elle abrite consomment l’oxygène en continu [1, 7]. Le biofilm et la matière organique dans l’eau sont identifiés comme les principaux drains d’oxygène dans le système d’irrigation, et des niveaux contrôlés de DO ne peuvent être livrés de façon fiable aux plantes que lorsque le biofilm est éliminé [7]. L’accumulation est progressive — généralement sur plusieurs semaines dans les systèmes avec eau de drainage recirculée — et la boucle lente la compense en augmentant la consigne. Lorsque la consigne approche du plafond pratique de l’injecteur et que le capteur goutteur est toujours sous la cible, l’architecture à injecteur unique a atteint sa limite et un rinçage des conduites est en retard.
Le diagnostic critique : consigne au plafond, goutteur toujours bas
L’alerte la plus importante que le système à deux capteurs peut générer est la suivante :
La consigne lagune a atteint le plafond pratique de l’unité d’oxygénation, mais le DO au goutteur reste inférieur à la cible.
Cet état est sans ambiguïté : l’injecteur fonctionne aussi fort que possible physiquement et cela ne suffit pas. Un seul capteur, à l’un ou l’autre point, afficherait simplement « DO bas » sans indication de cause. Ensemble, ils vous indiquent :
Ce n’est pas un défaut de dosage (l’injecteur est au maximum)
Ce n’est pas une erreur de consigne (la boucle lente a déjà compensé autant que possible)
La décroissance entre injection et livraison dépasse ce qu’un seul injecteur peut couvrir
Les causes, par ordre de probabilité :
Biofilm — l’accumulation de biofilm dans l’infrastructure d’irrigation crée des conditions favorables à la pression pathogène, à l’incohérence nutritionnelle et à une déplétion continue du DO [8] ; planifier un rinçage et revérifier après 24 heures
Pic de température — quand la température de la solution dépasse 22–23°C, le plafond de saturation à l’équilibre avec l’air baisse et les taux de décroissance s’accélèrent ; tout système d’oxygénation opérant près de sa limite de production aura du mal à compenser, et l’accélération de la décroissance érode le budget plus vite que prévu [1]
Réduction du débit — un filtre colmaté ou une vanne partiellement fermée augmente le temps de séjour en conduite et donc la décroissance ; vérifier la pression de pompe et le différentiel de filtre
Baisse de production de l’unité d’oxygénation — les membranes s’encrassent, les stocks de peroxyde diminuent, les lignes d’air venturi se bouchent ; vérifier que l’unité délivre son DO nominal et inspecter ou réapprovisionner selon le planning du fabricant
Limite d’architecture — si les points ci-dessus sont résolus et que le problème persiste, la conduite est réellement trop longue pour un seul point d’injection à ces températures de fonctionnement ; un second injecteur à mi-système est nécessaire
Aspects pratiques du positionnement des capteurs
Capteur de sortie de lagune — monter dans la conduite de sortie, idéalement dans une cellule à passage continu plutôt que dans un raccord en T. Le capteur doit être dans une eau en mouvement ; une poche stagnante donne des lectures artificiellement stables qui retardent le DO réel de plusieurs minutes. Les capteurs optiques (luminescents) ont une réponse rapide et nécessitent moins de maintenance, consultez ici nos capteurs DO. Étalonner selon les instructions.
Capteur goutteur — c’est le positionnement le plus difficile. Options par ordre décroissant de préférence :
Un goutteur d’échantillonnage dédié alimentant une petite cellule à passage continu fournit une lecture continue mais nécessite une ligne de retour vers le drain. C’est l’approche la plus précise et elle vaut l’effort de plomberie pour une exploitation de recherche ou à forte valeur.
Non recommandé : un contrôle ponctuel manuel avec un mesureur DO portable sur plusieurs goutteurs, consigné quotidiennement, peut remplacer un capteur fixe dans les petites exploitations. L’ajustement de consigne de la boucle lente se ferait alors manuellement plutôt qu’automatiquement — mais la logique diagnostique est identique.
Co-localisation de la température — les deux capteurs doivent enregistrer la température en plus du DO. Nos capteurs DO ont déjà une calibration de température intégrée. Sans température, une valeur brute en mg/L est ambiguë : 8,0 mg/L à 15°C correspond à 88 % de saturation ; 8,0 mg/L à 25°C est proche du maximum. Le pourcentage de saturation est plus pertinent que la valeur absolue pour définir des alarmes.
Interaction avec la programmation de l’irrigation
Un aspect de la gestion du DO que la plupart des producteurs négligent : le temps d’inactivité des conduites.
Quand une vanne de zone se ferme, l’eau dans les lignes de goutteurs entre le collecteur et l’émetteur cesse de circuler. La décroissance du DO se poursuit dans cette eau stagnante pendant toute la période d’inactivité. Quand la zone rouvre, la première impulsion d’irrigation livre cette eau ancienne, pauvre en DO, directement aux racines avant l’arrivée de l’eau fraîche enrichie depuis le collecteur.
Des recherches sur des canaux de culture NFT en recirculation ont documenté un gradient clair de DO le long du canal — alors que la concentration près de l’entrée était adéquate (6,2 mg/L), elle chutait à des valeurs critiques pour le concombre à la dernière position en aval (2,9 mg/L) [9]. Le même effet de gradient s’applique aux lignes de distribution goutte-à-goutte : les émetteurs les plus éloignés d’une vanne de zone reçoivent l’eau la plus ancienne et la plus appauvrie à chaque cycle d’irrigation.
Mesures d’atténuation pratiques, par ordre de simplicité :
Courte impulsion de pré-rinçage — ouvrir la zone pendant 30–60 secondes avant l’événement principal d’irrigation pour chasser l’eau stagnante avant la dose complète. Le volume est faible par rapport à l’irrigation totale, mais le bénéfice en DO aux racines est significatif.
Augmenter la fréquence d’irrigation — des impulsions plus fréquentes et plus courtes signifient moins de temps d’inactivité et moins de stagnation dans les lignes de goutteurs. Cela tend aussi à améliorer l’uniformité de l’humidité du substrat.
Séquencement des zones — dans les systèmes multi-zones, décaler les heures de fermeture des vannes pour qu’aucune zone ne reste inactive plus de 20 minutes pendant les périodes d’irrigation actives.
Résumé
Deux capteurs DO dans un système goutte-à-goutte en boucle fermée remplissent des rôles fondamentalement différents. Le capteur de lagune est un actionneur rapide — il déclenche l’injecteur en quelques secondes après une baisse. Le capteur de goutteur est un intégrateur lent — il ajuste ce que « suffisant » signifie à la lagune sur une échelle de temps de quelques heures à quelques semaines, en compensant la température, le biofilm et les changements saisonniers.
Aucun capteur seul n’est suffisant. Le capteur de lagune sans le capteur de goutteur n’a aucun moyen de savoir si sa consigne est correcte pour les conditions actuelles. Le capteur de goutteur seul, contrôlant directement l’injection, se bat contre un retard de transport de 17 minutes et oscille.
Ensemble, ils forment un système de contrôle où la boucle rapide n’est jamais perturbée par les dérives lentes, et la boucle lente n’est jamais submergée par les perturbations rapides. La consigne qui émerge de ce système — enregistrée dans le temps — devient l’un des historiques les plus informatifs de la serre : un historique combiné de la température, du biofilm et de la santé du système qu’aucune mesure unique ne peut fournir.
Références
HORIBA (2023). Oxygène dissous en serre. https://www.horiba.com/int/water-quality/applications/agriculture-crop-science/dissolved-oxygen-in-greenhouse/
Hanna Instruments (2019). Mesure de l’oxygène dissous des solutions nutritives hydroponiques. https://blog.hannainst.com/measuring-dissolved-oxygen-of-hydroponic-nutrient-solutions/
Cui B-J, Niu W-Q, et al. (2023). Évolution de la concentration en oxygène dissous dans un système d’irrigation goutte-à-goutte aéré avec différents goutteurs. Irrigation Science. https://doi.org/10.1007/s00271-023-00850-1
Vogrincic S. (2026). Oxygène dissous — le moteur caché de la performance racinaire dans les cultures en serre. Grower2Grower. https://www.grower2grower.co.nz/dissolved-oxygen-the-hidden-driver-of-root-performance-in-greenhouse-crops/
Bhattarai S P, Huber S, Midmore D J (2016). Dimension temporelle et spatiale de la saturation en oxygène dissous avec oscillateur fluidique et injecteur d’air Mazzei dans les systèmes d’irrigation hors-sol. Irrigation Science, 34. https://doi.org/10.1007/s00271-016-0512-x
NC Farms Inc. (2021). Oxygène dissous : tout ce que vous devez savoir sur le DO. https://www.ncfarmsinc.com/articles/dissolved-oxygen-everything-you-need-to-know-about-do/
Lund D, Key Solutions Group (2025). Biofilm, pathogènes et coûts des systèmes d’irrigation sales. MMJ Daily. https://www.mmjdaily.com/article/9822230/biofilm-pathogens-and-the-costs-of-dirty-irrigation-systems/
Suhl J, et al. (2019). Consommation d’oxygène dans une technique du film nutritif en recirculation en aquaponie. Scientia Horticulturae. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2019.04.076
Goto E, et al. (2001). Effet de la concentration en oxygène dissous sur la croissance de la laitue en hydroponie flottante. Acta Horticulturae, 548. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/11541573/


